Prácticas Biología de 2º Bachillerato -8-

 GRUPO: KUANSA

COMPONENTES:

1. Ana Sánchez Sierra (moderadora)
2. Sandra Vaquero Portocarrero (controladora)
3. Andrea Hernandez Hernandez (portavoz)
4. Andrea Calzada Serrano (secretaria)

FUENTES DE INFORMACIÓN:

1. Real Academia Española (RAE)
2. Yahoo Respuestas
3. Wikipedia

 EXTRACCIÓN "CASERA" DE ADN (II)

27/05/2016

Realizamos la ectracción de ADN en un producto animal, para ello necesitamos los siguientes materiales:

• Hígado de pato
• Agua destilada
• Arena
• Mortero
• Tubos de ensayo
• Gradilla
• Pipetas 
• Pipeteadores 
• Papel secante
• Rotulador
• Alcohol etílico (frío) 
• Varilla
• Vaso de precipitados

Realización:

1.  Elegimos la muestra, en este caso será el hígado de pato, y la cortamos en cuadraditos
2. Trituramos el hígado, con ayuda de agua destilada y arena
3. Cogemos un tubo de ensayo, y lo marcamos
4. En el añadimos 5ml del triturado celular, y 5ml de la solución tampón
5. Agitamos el caldo molecular que hemos obtenido
6. Retiramos 5ml del caldo molecular a otro tubo de ensayo
7. Añadimos con una pipeta 10ml de alcohol en el tubo de ensayo con el caldo molecular. Se debe dejar escurrir el alcohol lentamente por la cara interna del recipiente.
8. Observamos que el alcohon queda flotando sobre el tampón
9. Por último introducimos la punta de una varilla hasta justo debajo de la separación entre el alcohol y el tampòn.
10. Removemos la varilla hacia delanta y hacia atrás.

Resultados:

Observaremos como se van enrollando los fragmentos de ADN, une vez que sacamos la varilla. Esta vez no nos salió del todo bien, puesto que no utilizamos el alcohol adecuado.

Fotos:

Materiales

Triturando el hígado de pato

Resultado

Prácticas Biología de 2º Bachillerato -7-

 GRUPO: KUANSA

COMPONENTES:

1. Ana Sánchez Sierra (moderadora)
2. Sandra Vaquero Portocarrero (controladora)
3. Andrea Hernandez Hernandez (portavoz)
4. Andrea Calzada Serrano (secretaria)

FUENTES DE INFORMACIÓN:

1. Real Academia Española (RAE)
2. Yahoo Respuestas
3. Wikipedia

 EXTRACCIÓN "CASERA" DE ADN

24/05/2016

Comenzamos con la ectracción de ADN en vegatal, para ello necesitamos los siguientes materiales:

• Cebolla
• Agua destilada
• Arena
• Mortero
• Tubos de ensayo
• Gradilla
• Pipetas 
• Pipeteadores 
• Papel secante
• Rotulador
• Centrífuga
• Alcohol etílico (frío) 

 

 Realización:

En primer lugar  preparamos la solución tampón con los siguientes ingredientes:

• 120ml de agua destilada
• 1,5g de sal de mesa
• 5g de bicarbonato sódico
• 5ml de jabón

1.  Elegimos la muestra, en nuestro caso será la cebolla, y la cortamos en cuadraditos
2. Trituramos la cebolla, con ayuda de agua destilada y arena
3. Cogemos un tubo de ensayo
4. En el añadimos 5ml del triturado celular, y 5ml de la solución tampón
5. Agitamos y centrifugamos a baja velocidad
6. Retiramos 5ml del caldo molecular a otro tubo de ensayo
7. Añadimos con una pipeta 10ml de alcohol en el tubo de ensayo con el caldo molecular. Se debe dejar escurrir el alcohol lentamente por la cara interna del recipiente.
8. Observamos que el alcohon queda flotando sobre el tampón
9. Por último introducimos la punta de una varilla hasta justo debajo de la separación entre el alcohol y el tampòn.
10. Removemos la varilla hacia delanta y hacia atrás.

Resultados:

Observaremos como se van enrollando los fragmentos de ADN, uns vez que sacamos la varilla

Fotos:

Elegimos la muestra vegetal

Trituramos la cebolla

Colamos el triturado celular

Añadimos la s. tampón

Agitamos

Centrifugamos

Resultado

Prácticas Biología de 2º Bachillerato -6-

 GRUPO: KUANSA

COMPONENTES:

1. Ana Sánchez Sierra (moderadora)
2. Sandra Vaquero Portocarrero (controladora)
3. Andrea Hernandez Hernandez (portavoz)
4. Andrea Calzada Serrano (secretaria)

FUENTES DE INFORMACIÓN:

1. Real Academia Española (RAE)
2. Yahoo Respuestas
3. Wikipedia

3. RECONOCIMIENTO DE LÍPIDOS

20/05/2016
Comenzamos a estudiar las propiedades físicas de las grasas.

3.1. SAPONIFICACIÓN

Materiales:

• 1 tubo de ensayo
• gradilla
• pipetas
• pipetedores
• rotulador
• papel secante
• vasos de precipitados
• aceite de oliva
• solución de NaOH al 20%
• agua
• mechero

 Técnica:

1. Marcamos el tubo de ensayo
2. A este le añadimos 2ml de aceite de oliva, y 2ml de NaOH
3. Agitamos bien
4. Lo colocamos durante 20-30 minutos al baño maria
5. Dejamos reposar hasta la próxima clase
6. Observamos y anotamos resultados

Conclusiones:
Tras dejarlo reposar unos días, compromabos que en el tubo se han formado dos capas


Fotos:

antes de calentar

calentando al baño maría

materiales

 3.2 TINCIÓN

Materiales:

• 2 tubos de ensayo
• gradilla
• pipetas
• pipetedores
• rotulador
• papel secante
• aceite de oliva
• tinta china roja
• sudán III

Técnica:

1. Añadir 2 ml de aceite en cada tubo de ensayo
2. En uno de los tubos echamos 4-5 gotas de tinta roja
3. En el otro 4-5 gotas de Sudán III
4. Agitar los tubos
5. Dejar reposar
6. Observar y anotar cambios

Conclusión:

El Sudán III tiñe todo el aceite, en cambio la tinta roja se irá al fondo del tubo de ensayo y el aceite no quedará teñido

 Fotos:

 

Sudán III---Tinta china

3.3 SOLUBILIDAD

Materiales:

• 2 tubos de ensayo
• gradilla
• pipetas
• pipetedores
• rotulador
• papel secante
• agua
• aceite de oliva
• acetona 

Técnica:

1. Cogemos dos tubos de ensayo
2. En uno añadimos 2ml de aceite y 2ml de agua
3. En el otro 2ml de aceite y 2ml de acetona
4. Agitamos fuertemente
5. Dejamos reposar
6. Observamos los cambios

Conclusion:
Al agitarlo, en los dos tubos podemos observar como el aceite se mezcla, en cambio cuando lo dejamos en reposo, en el tubo con agua, el aceite se deposita arriba


Fotos:

 

Prácticas Biología de 2º Bachillerato -5-

 GRUPO: KUANSA

COMPONENTES:

1. Ana Sánchez Sierra (moderadora)
2. Sandra Vaquero Portocarrero (controladora)
3. Andrea Hernandez Hernandez (portavoz)
4. Andrea Calzada Serrano (secretaria)

FUENTES DE INFORMACIÓN:

1. Real Academia Española (RAE)
2. Yahoo Respuestas
3. Wikipedia

2. RECONOCIMIENTO DE PRÓTIDOS

17/05/2016

En primer lugar comenzamos con la coagulación de proteínas, para ello realizamos tres experimentos distintos. 

Los materiales que utilizamos fueron los siguientes:

• 3 tubos de ensayo
• gradilla
• pinzas
• papel secante
• rotulador
• mechero
• pipetas 
• pipeteadores
• leche
• HCl concentrado
• alcohol etílico

materiales

materiales

Metodología:

1.  Con la ayuda de una pipeta, añadimos 3ml de leche en cada uno de los tubos de ensayo
2. Uno de los tubos con leche lo calentamos
3. A otro le añadimos 3ml de HCl concentrado
4. En el último añadimos otros 3ml de alcohol etílico
5. Mezclamos 
6. Dejamos reposar nuestras mezclas hasta el viernes
7. Observamos y anotamos los cambios

 Conclusiones:
 La leche caliente se ha cortado
En el tubo que había leche y alcohol, el alcohol se ha depositado en el medio

Resultados:

leche

leche caliente, leche con alcohol y con HCl

A continuación realizamos la segunda parte de la práctica, denominada reacciones coloreadas específicas, tambien conocidas conocidas como reacciones biuret.

Materiales:

• 4 tubos de ensayo
• gradilla
• pipetas
• pipeteadores
• rotulador
• papel secante
• albúmina
• leche
• agua
• solución de sacarosa
• NaOH
• SO4Cu

 

materiales

Metodología:

1ºexperimento

1. Colocamos 3ml de la solución de albúmina añ 2% en uno de los tubos de ensayo
2. Añadimos 4-5 gotas de SO4Cu al 1%
3. Añadimos 3ml de NaOH
4.  Agitamos
5. Observamos

2º experimento

1. Colocamos 3ml de leche en uno de los tubos de ensayo
2. Añadimos 4-5 gotas de SO4Cu al 1%
3. Añadimos 3ml de NaOH
4.  Agitamos
5. Observamos

3º experimento

1. Colocamos 3ml de la solución de sacarosa en uno de los tubos de ensayo
2. Añadimos 4-5 gotas de SO4Cu al 1%
3. Añadimos 3ml de NaOH
4.  Agitamos
5. Observamos

Prueba

1. Colocamos 3ml de agua en uno de los tubos de ensayo
2. Añadimos 4-5 gotas de SO4Cu al 1%
3. Añadimos 3ml de NaOH
4.  Agitamos
5. Observamos

Conclusiones:

Albúmina-color violeta- positivo

H2O- color azul- negativo

Leche- color violeta- positivo

Sacarosa- color azul- negativo

Resultados:

Para terminar con el reconocimiento de prótidos, resolvimos las siguientes preguntas:

1. ¿Cómo se manifiesta la desnaturalización de la clara de huevo? Se frie
2. ¿Cual de los tres agentes utilizados tiene mayor poder de desnaturalización?
3. ¿Cómo podriamos saber que una  sustancia desconocida es una proteína? Aplicando la reación Biuret
4. ¿Qué colorización da la reación de Biuret? Violeta
5. ¿Una proteína coagulada podria dar la reación de Biuret?
6. Si se realiza la reación de Biuret  sobre un aminoácido como la Glicina ¿es positiva o negativa? ¿Por qué?  Negativa, porque la reación Biuret es solo para péotidos

Prácticas Biología de 2º Bachillerato -4-

 GRUPO: KUANSA

COMPONENTES:

1. Ana Sánchez Sierra (moderadora)
2. Sandra Vaquero Portocarrero (controladora)
3. Andrea Hernandez Hernandez (portavoz)
4. Andrea Calzada Serrano (secretaria)

FUENTES DE INFORMACIÓN:

1. Real Academia Española (RAE)
2. Yahoo Respuestas
3. Wikipedia

2. RECONOCIMIENTO DE PRÓTIDOS

13/05/2016
En primer lugar, nuestros compañeros explicaron su práctica, y resolvimos las dudas.
Acto seguido el profesor nos propuso construir dos aminoácidos, para practicar un enlace peptílico, a continuación los uniremos para formar un dipéptido, luego haremos otro aminoácido y lo uniremos al dipéptido que teniamos para conseguir un tripéptido.
Por último uniremos los tripéptidos de los tres grupos y formaremos una proteína.

Materiales:

8 hidrógenos--color blanco
4 carbonos--color negro
2 nitrógenos--color azul
4 oxígenos--color rojo
16 enlaces--color gris
4 dobles enlaces--color verde
1 radical--color amarillo

Resultados:

Aminoácido 1

Aminoácido 2

Aminoácido 3

 

dipéptido

tripéptido

proteína

Prácticas Biología de 2º Bachillerato -3-

 GRUPO: KUANSA

COMPONENTES:

1. Ana Sánchez Sierra (moderadora)
2. Sandra Vaquero Portocarrero (controladora)
3. Andrea Hernandez Hernandez (portavoz)
4. Andrea Calzada Serrano (secretaria)

FUENTES DE INFORMACIÓN:

1. Real Academia Española (RAE)
2. Yahoo Respuestas
3. Wikipedia

1. RECONOCIMIENTO DE GLÚCIDOS

06/05/2016

Por último, intentamos romper de una manera más brusca el almidón, para ello necesitamos los siguientes materiales:

• tubos de ensayo
• gradilla
• mechero
• papel secante                                            
• pinzas
• rotulador
• pipetas
• pipeteadores
• solución de almidón
• Hcl

Metodología:

1. Cogemos un tubo de ensayo
2.  Le añadimos 3ml de solución de almidós y 2ml de Hcl
3. Lo calentamos
4. Una vez caliente le añadimos 3 gotas de lugol
5. Lo volvemos a calentar por última vez
6. Observamos los cambios

Conclusione:

Añadiendo 2ml de Hcl, tampoco se rompe el almidón

Resultado:

Prácticas Biología de 2º Bachillerato -2-

 GRUPO: KUANSA

COMPONENTES:

1. Ana Sánchez Sierra (moderadora)
2. Sandra Vaquero Portocarrero (controladora)
3. Andrea Hernandez Hernandez (portavoz)
4. Andrea Calzada Serrano (secretaria)

FUENTES DE INFORMACIÓN:

1. Real Academia Española (RAE)
2. Yahoo Respuestas
3. Wikipedia

1. RECONOCIMIENTO DE GLÚCIDOS

03/05/2016

Comenzamos con la investigación de polisacáridos en almidón.

Lo primero que hicimos fue preparar dos experimentos para detectar el almidón en diferentes soluciones.

Los materiales que utilizamos para estos dos experimentos fueron:

• tubos de ensayo
• gradilla
• mechero
• papel secante
• pinzas
• rotulador
• pipetas
• pipeteadores
• solución de almidón
• solución de lugol
• betadine

materiales

materiales

La hipótesis  de la pártica fue: "Si el almidón está formado por glucosa, entoces dará positiva la reación de Fehling"

1º experimento

Metodología:

1. Cogemos uno de los tubos de ensayo
2. Lo marcamos con el rotulador
3. Le añadimos 3ml de la solución de almidón
4. A continuación añadimos 3 gotas de la solución de lugol
5. Movemos el tubo de ensayo
6. Lo calentamos
7. Por último observamos que el color que obtenemos fue transparente cuando estaba caliente, pero al enfriarlo se quedaba azul

2º experimento

Metodología:

1. Cogemos uno de los tubos de ensayo
2. Lo marcamos con el rotulador
3. Le añadimos 3ml de la solución de almidón
4. A continuación añadimos 3 gotas de betadine
5. Movemos el tubo de ensayo
6. Lo calentamos
7. Por último observamos que al calentarlo obtuvimos un color transparente, pero cuando lo dejamos enfriar se quedo en el azul

CONCLUSIÓN

En los dos experimentos es positivo puesto que los dos contienen yodo.

RESULTADOS 

Lo segundo que hicimos en esta clase fue preparar tres nuevos experimentos, con el fin de romper el almidón.

Para ello necesitamos los siguientes materiales:

• tubos de ensayo
• gradilla
• mechero
• papel secante
• pinzas
• rotulador
• pipetas
• pipeteadores
• solución de almidón
• agua
• pan
• Fehling A y B
• ácido sódico
• ácido clorhídrico

1ºexperimento

Metodología:

1. Cogemos un trozo de pan
2. Lo masticamos hasta que quede prácticamente disuelto
3. Nos enjuagamos la boca con agua
4. Echamos la solución obtenida en un vaso de precipitados
5. Cogemos uno de los tubos de ensayo
6. Con ayuda de una pipeta, añadimos 3ml de la solución obtenida (agua+pan)
7. A continuación añadimos 1ml de Fehling A y 1ml de Fehling B
8. Lo calentamos
9. Por último observamos que hemos obtenido un color rojo

2ºexperimento

Metodología:

1. Cogemos otro de los tubos de ensayo
2. Añadimos 3ml de la solución de almidón y 1ml de ácido clorhídrico(Hcl)
3. Lo calentamos
4. A continuación añadimos 1ml de Fehling A y 1ml de Fehling B
5. Por último observamos los resultados

3ºexperimento

Metodología:

1. Cogemos un tubo de ensayo
2. Añadimos 3ml de la solución de almidón y 1ml de ácido sódico (NaOH)
3. Lo calentamos 1 minuto aprox.
4. Añadimos 1ml de Fehling A y 1ml de Fehlinhg B
5. Observamos los resultados

 CONCLUSIONES

Con las enzimas- el almidón se rompe
Con ácido clorhídrico- el almidón empieza a degradarse
Con ácido sódico- el almidón no se rompe

RESULTADOS

NaOH y Hcl

Prácticas Biología de 2º Bachillerato  -1-

 GRUPO: KUANSA

COMPONENTES:

1. Ana Sánchez Sierra (moderadora)
2. Sandra Vaquero Portocarrero (controladora)
3. Andrea Hernandez Hernandez (portavoz)
4. Andrea Calzada Serrano (secretaria)

FUENTES DE INFORMACIÓN:

1. Real Academia Española (RAE)
2. Yahoo Respuestas
3. Wikipedia

1. RECONOCIMIENTO DE GLÚCIDOS

01/04/2016

El primer día el profesor nos explicó el trabajo que debíamos realizar, y nos entregó las hojas con la explicación de las practicas.

Nuestro trabajo consiste en transmitir la información de la práctica (en nuestro caso es el reconocimiento de glúcidos)  a los demás grupos, pero al leer nuestra práctica nos surgieron algunas dudas.

Para poder resolverlas nos planteamos varias preguntas:

1. ¿Qué son los monosacáridos, disacáridos y polisacáridos?
2. ¿Qué es un azúcar reductor?
3. ¿Qué es una solución de Lugol?
4. ¿Qué es una solución de Fehling A y B?
5. ¿Qué es una reacción redox?
6. ¿Qué es el carbono anomérico libre?
7. ¿Qué es la amilosa? ¿Y la amilopectina?

Una vez que planteamos las preguntas, la coordinadora del grupo repartió el trabajo para buscar las respuestas a las preguntas anteriores, y así poder explicar al resto de grupos nuestra práctica.

05/04/2016

Al comenzar la clase, le hemos contado a nuestros compañeros, incluidos los dos profesores de prácticas, las dudas que nos  habían surgido en la clase anterior sobre nuestra práctica, y que habíamos resuelto en casa, para que posteriormente nos resultara más sencillo explicar la práctica que debemos realizar, en nuestro caso, el reconocimiento de glúcidos.

Además de poner en común nuestras dudas, hemos hablado de la molécula de glucosa, y el profesor nos a propuesto montar una molécula de glucosa. Para ello hemos utilizado:

 Átomos de oxígeno: color amarillo

 Átomos de hidrógeno: color blanco

 Átomos de carbono: color rojo

Enlaces: color gris

Doble enlace: color verde

      Nuestro resultado ha sido el siguiente:

molécula de glucosa 

19/04/2016

En esta clase realizamos las soluciones del 5%  de: Glucosa, Lactosa, Fructosa, Sacarosa y Almidón.

Para ello, necesitamos los siguientes materiales:

materiales

materiales

• Proveta
• 5 matraces
• Bascula
• Cuchara
• Borafilm
• Agua
• Glucosa
• Fructosa
• Lactosa
• Sacarosa
• Almidón

La primera solución que hicimos fue la de Glucosa, y para ello realizamos los siguiente pasos:

Solución del 5% de Glucosa

1. Encendemos la bascula
2. Sobre ella, colocamos uno de los matraces (previamente marcado)
3. En el matraz se añaden 5g de Glucosa 
4. Una vez que tenemos los 5g de Glucosa en el matraz, vamos añadiendo el agua de la proveta hasta llegar a 100g
5. Cuando tenemos en el matraz el agua y la Glucosa, lo movemos hasta que quede disuelto
6. Para finalizar tapamos el matraz con un borafilm

Solución del 5% de Fructosa

1. Sobre la bascula colocamos otro de los matraces (previamente marcado)
2. En el matraz se añaden 5g de Fructosa 
3. Una vez que tenemos los 5g de Fructosa en el matraz, vamos añadiendo el agua de la proveta hasta llegar a 100g
4. Cuando tenemos en el matraz el agua y la Fructosa, lo movemos hasta que quede disuelto
5. Para finalizar tapamos el matraz con un borafilm

Solución del 5% de Lactosa

1. Sobre la bascula colocamos otro de los matraces (previamente marcado)
2. En el matraz se añaden 5g de Lactosa
3. Una vez que tenemos los 5g de Lactosa en el matraz, vamos añadiendo el agua de la proveta hasta llegar a 100g
4. Cuando tenemos en el matraz el agua y la Lactosa, lo movemos hasta que quede disuelto
5. Para finalizar tapamos el matraz con un borafilm

Solución del 5% de Sacarosa

1. Sobre la bascula colocamos  el cuarto matraz  (previamente marcado)
2. En el matraz se añaden 5g de Sacarosa
3. Una vez que tenemos los 5g de Sacarosa en el matraz, vamos añadiendo el agua de la proveta hasta llegar a 100g
4. Cuando tenemos en el matraz el agua y la Sacarosa, lo movemos hasta que quede disuelto
5. Para finalizar tapamos el matraz con un borafilm

Solución del 5% de Almidón

1. Sobre la bascula colocamos  el quinto  matraz  (previamente marcado)
2. En el matraz se añaden 5g de Almidón
3. Una vez que tenemos los 5g de Almidón en el matraz, vamos añadiendo el agua de la proveta hasta llegar a 100g
4. Cuando tenemos en el matraz el agua y el Almidón, lo movemos hasta que quede disuelto
5. Para finalizar tapamos el matraz con un borafilm

preparando la solución

todas las soluciones

Además de las soluciones, el profesor nos propuso ponernos por parejas para usar las pipetas e ir cogiendo práctica con ellas

Para ello necesitamos: 

• 2 vasos de precipitados
• 1 pipeta
• 1 pipeteador
• Agua

Lo que hicimos fue lo siguiente:

1. Llenamos uno de los vasos de precipitados con agua
2. Con la pipeta y el pipeteador cogimos agua del vaso lleno hasta llegar a los 5ml
3. Posteriormente soltamos el agua en el vaso de precipitados vacío
4. Finalmente dejamos la pipeta al lado izquierdo del vaso de precipitados 

practicando con la pipeta

22/04/2016

Empezamos con el estudio de azucares reductores.

Lo primero que hicimos fue explicar la práctica y sacar los materiales que necesitábamos. Acto seguido, antes de empezar a usar los tubos de ensayo, los marcamos. Y posteriormente comenzamos la practica. Para ello necesitamos los siguientes materiales:

• 6 tubos de ensayo
• Gradilla
• Pinzas
• Mechero
• Papel secante
• Pipetas
• Solución del 5% de Glucosa
• Solución del 5% de Fructosa
• Solución del 5% de Lactosa
• Solución del 5% de Sacarosa
• Solución del 5% de Almidón
• Solución de Fehling A y B

ESTUDIO DE AZUCARES REDUCTORES EN GLUCOSA

1. Cogemos un tubo de ensayo
2. Añadimos 3ml de la Solución al 5% de Glucosa
3. Añadimos 1ml de Fehling A y 1ml de Fehling B
4. Agitamos para que se mezclen bien 
5. Calentamos el tubo
6. Observamos los cambios que se han producido
7. Al ver que el color cambió, y pasó a estar rojo, comprobamos que la glucosa si tenía azúcar reductor

ESTUDIO DE AZUCARES REDUCTORES EN ALMIDÓN

1. Cogemos un tubo de ensayo
2. Añadimos 3ml de la Solución al 5% de Almidón
3. Añadimos 1ml de Fehling A y 1ml de Fehling B
4. Agitamos para que se mezclen bien 
5. Calentamos el tubo
6. Observamos los cambios que se han producido
7. Al ver que el color no cambió  comprobamos que el almidón no tenía azúcar reductor

ESTUDIO DE AZUCARES REDUCTORES EN LACTOSA

1. Cogemos un tubo de ensayo
2. Añadimos 3ml de la Solución al 5% de Lactosa
3. Añadimos 1ml de Fehling A y 1ml de Fehling B
4. Agitamos para que se mezclen bien 
5. Calentamos el tubo
6. Observamos los cambios que se han producido
7. Al ver que el color cambió, comprobamos que la lactosa si tenía azúcar reductor

ESTUDIO DE AZUCARES REDUCTORES EN FRUCTOSA

1. Cogemos un tubo de ensayo
2. Añadimos 3ml de la Solución al 5% de Fructosa
3. Añadimos 1ml de Fehling A y 1ml de Fehling B
4. Agitamos para que se mezclen bien 
5. Calentamos el tubo
6. Observamos los cambios que se han producido
7. Al ver que el color cambió, comprobamos que la fructosa si tenía azúcar reductor

ESTUDIO DE AZUCARES REDUCTORES EN SACAROSA

1. Cogemos un tubo de ensayo
2. Añadimos 3ml de la Solución al 5% de Sacarosa
3. Añadimos 1ml de Fehling A y 1ml de Fehling B
4. Agitamos para que se mezclen bien 
5. Calentamos el tubo
6. Observamos los cambios que se han producido
7. Al ver que el color no cambió, comprobamos que la sacarosa no tenía azúcar reductor

 

resultado

 
 

ESTUDIO DE AZUCARES REDUCTORES EN LA PRUEBA

1. Cogemos un tubo de ensayo
2. Añadimos 3ml de agua
3. Añadimos 1ml de Fehling A y 1ml de Fehling B
4. Agitamos para que se mezclen bien 
5. Calentamos el tubo
6. Observamos los cambios que se han producido
7. Al ver que el color no cambió, comprobamos que la prueba no tenía azúcar reductor

 

resultado

 

También hicimos la hidrólisis de la sacarosa, para ello necesitamos los siguientes materiales: 

• 1 tubo de ensayo                                          
• Gradilla
• Mechero
• Pinza
• Cuentagotas
• Solución del 5% de sacarosa
• CIH diluido
• Solución Alcalina
• Fehling A y B

materiales

PROCEDIMIENTOS

1. Añadimos 3ml de la solución de sacarosa al tubo de ensayo
2. Añadimos 10 gotas de CIH diluido
3. Calentamos la mezcla durante 5 minutos
4. Lo dejamos enfriar
5. Posteriormente, añadimos 3ml de la solución alcalina, 1ml de Fehling A y 1ml de Fehling B
6.  Por último, observamos que el color obtenido ha sido rojo

Hidrólisis de la sacarosa